引用本文
赵娜, 吕雅素, 陆勤康, 王红婷, 王惠云, 童奇湖, 张咸宁. CRX基因突变影响视紫红质转录表达和NRL蛋白稳定性的细胞学研究[J]. 中华眼视光学与视觉科学杂志, 2017,19(1): 47-52.
ZHAO Na, LU Yasu, LU Qinkang, WANG Hongting, WANG Huiyun, TONG Qihu, ZHANG Xianning. Hereditary retinal degeneration associated with CRX gene mutation interference with the transcriptional expression of rhodopsin and NRL stability [J]. CHINESE JOURNAL OF OPTOMETRY OPHTHALMOLOGY AND VISUAL SCIENCE, 2017,19(1): 47-52.
Doi:10.3760/cma.j.issn.1674-845X.2017.01.009  
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CRX基因突变影响视紫红质转录表达和NRL蛋白稳定性的细胞学研究
赵娜, 吕雅素, 陆勤康, 王红婷, 王惠云, 童奇湖, 张咸宁
通讯作者:陆勤康,Email：12556677@qq.com
收稿日期: 2016-12-13
基金资助: 浙江省自然科学基金（LY12H12001）; 宁波市社会民生科技重大项目（2014C50091）; 浙江省医药卫生科技项目（2017KY616）; 宁波市鄞州区科技项目（鄞科2013-90）
摘要

目的 在细胞水平上,探讨存在和缺乏神经视网膜亮氨酸拉链（ NRL）的条件下,视锥-视杆细胞同源异形框基因（ CRX）突变型对调控视紫红质基因转录表达的影响,并分析 CRX突变型对 CRX和NRL蛋白稳定性的影响。方法 实验研究。分别构建携带野生型和c.C766T（p.Gln256X）无义突变型的 CRX基因,以及共表达 NRL基因和牛视紫红质基因启动子萤光素酶（pBR130-luc）的表达载体,分别转染体外培养的293T细胞和ARPE-19细胞,再行双荧光素酶检测分析和Western blotting实验。以持家蛋白GAPDH作为内参照。结果 与野生型CRX蛋白的表达导致牛视紫红质启动子表达5倍的激活率相比, CRX/c.C766T（p.Q256X）突变所造成的相应激活率降至1/4。共表达野生型 CRX和 NRL基因后,激活率增高至30倍,而共转染 CRX/c.C766T和 NRL后,牛视紫红质蛋白的活性降至1/13。以持家蛋白GAPDH作为内参,可见存在 CRX/c.C766T突变时,CRX蛋白的稳态水平大幅下降,且 CRX/c.C766T突变型对NRL蛋白的稳态有一定的影响,出现NRL增高的现象。结论 在细胞水平上, CRX基因的c.C766T（p.Q256X）突变可降低所调控的视紫红质蛋白的表达,并对CRX蛋白和NRL蛋白的稳态均造成一定的影响。

关键词: 视锥-视杆细胞同源异形框基因; 神经视网膜亮氨酸拉链; 2型视锥-视杆细胞营养不良; 遗传性视网膜变性; 双荧光素酶实验; 蛋白质印迹法
doi: 10.3760/cma.j.issn.1674-845X.2017.01.009
Hereditary retinal degeneration associated with CRX gene mutation interference with the transcriptional expression of rhodopsin and NRL stability
ZHAO Na1, LU Yasu2, LU Qinkang1, WANG Hongting1, WANG Huiyun1, TONG Qihu1, ZHANG Xianning2
1. Ophthalmology Center, Yinzhou People′s Hospital, Yinzhou Hospital Affiliated to Medical School of Ningbo University, Ningbo 315040, China
2. Institute of Biology, Zhejiang University, Hangzhou 310058, China
Corresponding author: LU Qinkang, Email: 12556677@qq.com
Fund:Natural Science Foundation of Zhejiang Province (LY12H12001); Ningbo Social Livelihood Science and Technology Major Program (2014C50091); Zhejiang Provincial Medical and Health Science and Technology Project (2017KY616); Yinzhou District Science and Technology Project (Yinke 2013-90)
Abstract

Objective To investigate the effect of cone-rod homeobox containing gene ( CRX) mutation on the transcriptional expression of the rhodopsin gene and the stability of the neural retina leucine zipper (NRL) protein, both in the presence or absence of the NRL gene.Methods In this experimental study, different expression vectors carrying the wild-type (WT) or the c.C766T (p.Q256X) nonsense mutant CRX were constructed with the NRL and the bovine rhodopsin gene promoter sub-luciferase (pBR130-luc). The vectors were then transfected into 293T and ARPE-19 cell lines, respectively. Then, dual-luciferase assays and Western blotting analyses were performed. The housekeeping protein glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase was used as an internal reference marker.Results The expression vector of CRX/WT caused a 5-fold increased activation of bovine rhodopsin promoter compared to a 25% decrease by CRX/c.C766T. Co-expression of CRX/WT and NRL increased activation by 30-fold compared to a 7.7% decrease by the co-expression of CRX/c.C766T and NRL. Also, expression of NRL protein increased with the co-expression of CRX/c.C766T and NRL.Conclusion The in vitro experiments suggest that the c.C766T (p.Q256X) mutant of the CRX gene down-regulated the transcriptional expression of rhodopsin and interfered with the homeostasis of CRX and NRL proteins.

Keyword: Cone-rod homeobox containing gene; Neural retina leucine zipper; Cone-rod dystrophy 2; Hereditary retinal degeneration; Dual-luciferase assay; Western blotting

视锥-视杆细胞同源异形框基因（Cone-rod homeobox containing gene, CRX）在视网膜中特异性表达, 是常见的遗传性视网膜变性基因, 其定位于人染色体19q13.33, 包含5个外显子, 编码含299个氨基酸残基的CRX蛋白分子。CRX属于otd/OTX家族中含有对状同源结构域的转录因子（Transcription factor）, 表达于视锥细胞和视杆细胞中, 调控视紫红质（Rhodopsin, RHO）和IRBPL等感光细胞的基因表达, 对视锥、视杆细胞的分化发育和完整性具有至关重要的作用[1]。CRX基因缺失的光感受器细胞不能形成正常的外节膜盘和末端结构[2]。CRX基因敲除小鼠模型视网膜未能发育出视网膜的外层, 视网膜电图观察不到电生理活动[3]。神经视网膜亮氨酸拉链（Neural retina leucine zipper, NRL）基因定位于人染色体14q11-q12, 包含7个外显子, 编码含237个氨基酸残基的NRL蛋白分子。NRL属于v-Maf家族, 与CRX同为转录因子, 为视杆细胞分化的必需基因, 主要表达于光感受器[4, 5]。NRL可与CRX协同互作, 调控包括RHO和视杆cGMP特异性磷酸二酯酶6B（Rod cGMP-specific phosphodiesterase 6B, PDE6B）在内的数种视杆特异性基因的表达[6, 7]。NRL敲除小鼠表现为视杆、视锥光感受器全损的表型[5]。先前, 我们用全外显子组测序（Whole exome sequencing, WES）等技术在遗传性视网膜变性中的常染色体显性遗传2型视锥-视杆细胞营养不良（Cone-rod dystrophy 2, CORD2）汉族家系中鉴定出1个新的CRX基因无义突变：c.C766T（p.Q256X）[8]。为阐明该突变的临床致病性, 本研究在存在和缺乏NRL蛋白的条件下, 观察突变CRX蛋白在体外培养的细胞水平上如何激活牛视紫红质基因启动子（Bovine rhodopsin promoter）以调控RHO基因的转录表达能力, 以期深入探究CRX/c.C766T（p.Q256X）突变导致常染色体显性遗传的视网膜变性CORD2的分子发病机制。

1 材料与方法
1.1 材料

1.1.1 质粒 pcDNA4/His C、感受态大肠杆菌DH5a来自浙江大学医学部疾病基因组学研究室; 293T和ARPE-19细胞株购自上海中国科学院细胞库。

1.1.2 主要试剂 高保真Easy-A Clonging DNA聚合酶、各种限制性内切酶、DNA连接试剂盒和质粒小量抽提试剂盒均为日本TaKaRa公司产品。Taq DNA聚合酶以及载体购于上海生工生物工程公司。琼脂糖凝胶回收试剂盒、质粒中量抽提试剂盒均为德国Qiagen公司产品。DMEM高糖培养基、无血清培养基等均为美国Gibco公司产品。Lipofectamine 2000为美国Invitrogen公司产品。双荧光素酶报告基因检测试剂盒（Dual-Luciferase Reporter Assay System）E1910购自美国Promega公司。

CRX兔多克隆抗体（NBP1-88059）和NRL山羊多克隆抗体（AF2945）购自美国Novus公司。

1.2 方法

1.2.1 引物设计与载体构建 根据表达质粒pcDNA4/His C多克隆位点内切酶序列和Ensembl基因组数据库（www.ensembl.org）中的Human CRX cDNA, 以及c.C766T（p.Q256X）全长CDS区的序列信息, 设计引物序列为：CDS区5′ -端加入Hind III 酶序列aagctt, 3′ -端加入Xho I酶序列ctcgag, 由上海生工生物工程公司合成目的DNA片段, 并经过一系列酶切连接反应, Sanger DNA测序验证, 比对国际人类基因组数据库所收录的参考序列（如Ensembl、NCBI等）, 以便得到正确序列的质粒。表达Bovine Rho130-luc（-130至+72包含ATG起始位点）和荧光素酶（luciferase）的pGL2-basic和NRL表达载体、海肾（Renilla）荧光素酶表达载体均由上海生工生物工程公司进行合成。

1.2.2 细胞培养和转染 将293T细胞和ARPE-19细胞体外培养于含10%胎牛血清、100 U/ml青霉素和100 U/ml链霉素的高糖Dulbecco改良Eagle培养基中, 置于37℃、5% CO2的密闭恒温培养箱中培养。293T细胞以细胞密度1.5× 104个/孔接种于6孔培养板中, 更换无抗生素培养基培养24 h。当融合密度达60%~70%时进行转染, 转染前0.5 h换Opti-MEM无血清培养基; Lipofectamine 2000、质粒、Opti-MEM无血清培养混合20 min后, 缓慢加入细胞板孔。再将细胞培养板放入无菌培养箱中培养6 h后, 更换为新鲜的完全培养基, 继续培养48 h。同时设立细胞对照组、空白质粒转染组。

1.2.3 Western blotting 检测野生型和突变型CRX和NRL表达载体在ARPE-19细胞中的表达信息细胞裂解液收取转染后48 h细胞, 4 ℃反转裂解0.5 h, 离心, 吸取上清, 加缓冲液, 100 ℃水浴5 min变性。将样本上样至12%十二烷基磺酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（Sodium dodecylsulfate polyacrylamide gel electrophoresis, SDS-PAGE）凝胶中, 经电泳并转膜到PVDF膜上, 5%脱脂奶粉封闭, 加入相应抗体（抗CRX或NRL分子）。4 ℃过夜后, 加入相应的二抗, 曝光显色。以持家蛋白GAPDH作为内参照, 采用Image J图像分析软件分析CRX和NRL蛋白表达的灰度值。

1.2.4 双荧光素酶分析实验 转染前1 d换无抗生素的培养基培养293T细胞。转染24 h后, 用PBS缓冲液清洗细胞3次, 加入1× PLB细胞裂解液, 室温摇晃15 min以裂解细胞。收集至1.5 ml离心管中, 按照Promega公司的双荧光素酶报告基因检测试剂盒说明书提供的方法, 在Modulus Microplate multimode Reader检测仪（美国Turner Biosystems公司）上检测双荧光素酶的活性。

上述实验每组设3个平行孔, 以不进行转染的细胞作为空白对照, 每组实验重复3次。

2 结果
2.1 表达CRX野生型等位基因和突变型等位基因的质粒构建与验证

经过一系列酶切连接反应, Sanger DNA测序验证, 以及比对人类基因组数据库所收录的参考CRX基因序列, 获得表达CRX野生型等位基因和突变型等位基因（c.C766T）的质粒载体（见图1）。图1显示的是携带CRX/c.C766T杂合突变型的质粒DNA测序结果。

图1 携带CRX基因c.C766T突变型目的片段的表达质粒测序图谱（红色箭头所示为杂合点突变所在的核苷酸位置）Figure 1 Sequencing chromographs of the expression vector carrying CRX/c.C766T mutant target fragment. Red arrow indicates the nucleotide position of heterozygous point mutation. CRX, cone-rod homeobox containing gene.

2.2 牛视紫红质启动子表达激活率的变化

为了检测c.C766T（p.Q256X）突变是如何影响CRX蛋白功能的, 我们建立了1个体外疾病模型：首先, 在人视网膜色素上皮样细胞系（h-ARPE-19 cell）瞬时转染人CRX基因野生型（wild-type, WT）等位基因或CRX/c.C766T突变型等位基因的cDNA载体, 连同含有牛视紫红质基因启动子（pBR130-luc）与荧光素酶报告基因的载体。ARPE-19细胞之所以被选为疾病的细胞模型, 原因在于该细胞系为人源性, 且在Western blotting实验水平上没有检测出CRX的表达, 从而减少了内源性蛋白可能造成的实验干扰。结果显示, 与野生型CRX蛋白的表达导致牛视紫红质启动子5倍的激活相比, CRX/c.C766T突变型导致CRX蛋白调控牛视紫红质启动子表达的激活率降至1/4（见图2）。由于NRL与CRX协同互作, 促进视紫红质基因的激活, 因而我们检测了NRL与CRX共同作用的影响。结果发现, 野生型CRX与NRL分子共表达后, 激活率增高了30倍, 而突变型CRX与NRL共表达所导致的牛视紫红质蛋白活性却降至1/13（见图2）。

图2 双荧光素酶报告基因检测分析CRX野生型和c.C766T突变型与NRL基因互作对转录激活牛视紫红质启动子表达的改变结果。从左至右的白色条框分别表示NRL表达缺如的条件下, 3种质粒（不含CRX基因、CRX野生型和CRX/c.C766T突变型）对牛视紫红质蛋白（bRho）的转录激活效率（倍数）; 从左至右的黑色条框分别表示在共转染表达NRL质粒的条件下, 3种质粒（不含CRX基因、CRX野生型和CRX/c.C766T突变型）对bRho转录的激活效率的影响（倍数）Figure 2 Transactivation result of wild-type (WT) and c.C766T mutant CRX （cone-rod homeobox containing gene） proteins in the presence and the absence of the retinal transcription factor, NRL （neural retina leucine zipper）. Transactivation was measured using a bovine rhodopsin promoter in a dual-luciferase reporter assay. From left to right, the blank bar indicates bRho （bovine rhodopsin promoter） transactivation efficiency of 3 different plasmids （without CRX, wild-type CRX, and c.C766T mutant CRX） in the absence of NRL; the dark bar indicates bRho transactivation efficiency of 3 different plasmids in the presence NRL (co-transfection with NRL vector).

2.3 CRX/c.C766T突变型对CRX和NRL蛋白稳定性的影响

我们对h-ARPE-19细胞进行各表达载体转染后的Western blotting检测表明, 以GAPDH作为内参, CRX/c.C766T突变型蛋白的稳定性较野生型蛋白降低（见图3）。而NRL的表达并不影响野生型CRX的表达, 尽管共转染NRL时与单独转染CRX时相比略低。相比之下, 存在c.C766T（p.Q256X）无义突变时, CRX蛋白的稳态水平大幅下降（见图3）, 且CRX突变型对NRL蛋白的稳态有影响, 表现为NRL增多。

图3 蛋白质印迹分析CRX/c.C766T突变型对CRX蛋白和NRL蛋白稳定性的影响结果。在NRL基因表达的条件下, CRX/c.C766T突变降低CRX分子的稳态水平, 但NRL蛋白水平增高。GAPDH 为持家基因。A, 空白对照; B, CRX/WT; C, CRX/WT+NRL; D, CRX/c.C766T（p.Q256X）; E, CRX/c.C766T （p.Q256X）+NRLFigure 3 Western blotting analysis of CRX protein and NRL protein stability. In the presence of NRL, the CRX/c.C766T mutant decreased the homeostatic level of CRX, but increased the level of NRL. GAPDH, a housekeeping gene. A, Blank control; B, CRX/WT; C, CRX/WT+NRL; D, CRX/c.C766T（p.Q256X）; E, CRX/c.C766T （p.Q256X）+NRL.

3 讨论

遗传性视网膜变性疾病包括视网膜色素变性（Retinitis pigmentosa, RP）、视锥-视杆细胞营养不良（Cone-rod dystrophy, CORD）, Stargardt病（Stargardt disease, STGD）和Leber先天性黑矇（Leber congenital amaurosis, LCA）等。它们的病程和临床表现各有特征, 不同疾病在某些情况下的表型重叠, 临床上不但难以得到一个明确的诊断, 更不能得到患者病因的针对性信息。基因诊断可弥补表型诊断的不足, 它打破常规的诊断方式, 不以疾病的表型为主要依据, 直接检测某一特定基因的结构或者功能是否异常, 从而对疾病作出正确的诊断。因此, 从分子水平对遗传性视网膜变性进行基因诊断显得尤为重要。调控视网膜发育的基因众多, 越靠近上游的调控基因发生突变, 所导致的疾病往往越严重。根据表达的时间差异, 这些上游基因可分为2类：眼球发育完成后终止表达的基因和持续终生表达的基因, 这些基因的异常会导致视网膜变性疾病的发生[9, 10]。眼球发育完成后即终止表达基因的突变所造成的疾病常表现为静止型的临床表征, 如先天性静止性夜盲; 而持续终生表达基因的突变引起的疾病表型, 则通常表现为终身进展性的视网膜萎缩性疾病, 如CORD、Stargardt病、RP等, 严重损伤视力[11]。转录因子是指直接结合或间接作用于基因启动子, 形成具有RNA聚合酶活性的动态转录复合体的蛋白质因子, 包括通用转录因子、序列特异性转录因子和辅助转录因子等。转录因子在调控基因表达时, 需要与基因模板链结合, 从而对基因的表达起到抑制或增强的作用。CRX蛋白为光感受器细胞特异性的反式作用转录因子, 调控早期光感受器细胞的发育和成熟光感受器细胞的存活。CRX基因在小鼠视网膜表达时间与视锥细胞发育的时间相吻合, 始于胚胎期第12.5天; CRX的表达达到高峰期在小鼠出生后3 d, 即视杆细胞、视紫红质和外节开始形成时, 随后持续到成年。CRX基因敲除小鼠在出生后21 d, 感光细胞开始退化, 多种感光细胞相关特异性基因表达下降, 如视紫红质、视蛋白、视锥-视杆细胞的抑制蛋白等[12]。有学者通过反转录病毒, 使CRX在虹膜来源的细胞中表达, 进一步证实了CRX分子参与感光细胞相关基因的表达[12]。

作为上游基因, CRX的下游基因多为促进视锥细胞分化的信号蛋白, 即核受体, 这些基因与CRX协同互作, 在眼球发育过程中调控光感受器特异基因的表达[13]。故CRX蛋白功能的丧失可影响视网膜内多种蛋白的表达, 如光转换通路相关蛋白、视蛋白、感光细胞结构蛋白和磷酸二酯酶等, 引起视网膜色素上皮和光感受器细胞的变性、凋亡, 最终导致视功能的丧失[12, 13, 14, 15]。CRX作为重要的视网膜变性相关基因, 其不同的突变除可引起CORD外, 还可导致常染色体显性RP、Leber先天性黑矇, 间接证实了CRX在维持视网膜功能上的重要地位[7, 16, 17]。在视网膜疾病中, 视锥、视杆细胞异常较为特殊, 大多数患者没有明显的眼底异常表现。CRX突变引起的遗传性视网膜疾病有时非常复杂, 不少患者表现出与ABCA4突变一样的临床症状（如Stargardt病和牛眼样黄斑病变）[18]。此外, 很大一部分CORD是由“ Stargardt病基因” 引起的, 在此种情况下, CORD早期与Stargardt病非常相似, 难以区分。但随着病情的发展, CORD与Stargardt病的差异逐渐显现[19]。

迄今, 根据人类最庞大、最权威的外显子组数据库— — 收录了60 706例个体的WES测序结果的ExAC数据库（http：//exac.broadinstitute.org/）的统计资料, CRX基因的突变主要为错义突变, 其余为移码突变、无义突变和剪接突变; 其中, 位于CRX基因第5外显子第256位密码子的杂合性错义突变为p.Q256His[20]。而本课题组用WES技术首次在遗传性视网膜病— — CORD2汉族家系中所发现重要的遗传性视网膜变性相关基因CRX新突变为：c.C766T（p.Q256X）, 该突变使得CRX蛋白第256位的谷氨酰胺改变为终止密码子, 导致CRX蛋白合成的终止, 形成截短的CRX蛋白分子。常用的SIFT功能预测软件分析显示, c.C766T（p.Q256X）突变为有害性突变[8]。为进一步验证和探讨该突变的分子致病机制, 我们在细胞水平上研究了CRX基因的相关功能。双荧光素酶报告基因检测可测定上游刺激对下游靶基因在转录水平的影响; 而Western blotting法则是测定上游刺激对下游靶基因对应的蛋白表达水平的影响。因此, 两种方法的实验结果可以结合起来, 更细致、更全面地揭示细胞信号转导调控的分子机制。

野生型CRX分子主要为核蛋白[7, 13, 16], 因而在分析CRX基因突变对其蛋白功能影响时, 应着重于CRX对特定基因的调控能力是否发生改变。CRX的突变区域不同, 不仅可以产生不同的功能变化, 而且也可能对协同互作的蛋白（如NRL）产生不同的影响。NRL是一种亮氨酸拉链（Leucine zipper）, 亮氨酸拉链即存在于真核生物转录因子中的一种结构域（domain）, 是由2个专一蛋白质分子形成的同二聚体或异二聚体中的α 螺旋组成的卷曲螺旋结构域, 螺旋肽链中每个重复片段的第7个氨基酸残基均为亮氨酸[5, 14]。CRX蛋白和NRL蛋白均属于反式激活蛋白（Transactivator）, 即通过直接结合或间接作用于DNA、RNA等核酸分子, 引起基因表达激活或增强的蛋白因子。本研究发现, c.C766T（p.Q256X）突变蛋白不仅影响了CRX蛋白自身的反式激活能力, 而且干扰了NRL蛋白的单独激活转录能力, 这种现象类似于经典的“ 显性负效” （Dominant negative effect）突变效应— — 即突变等位基因的产物能抑制正常野生型等位基因产物的功能的基因突变[8]。无论单独转染CRX/c.C766T质粒, 还是与野生型NRL质粒共转染, CRX和NRL表达蛋白的稳态水平均呈现显著的下降, 因而推测突变CRX蛋白能够绑定NRL, 而且被细胞识别为错误的蛋白折叠, 进而有针对性地对其进行降解。我们的实验结果与国外已报道的研究结果相似[7, 21], 但又有差异, 表现在与CRX/c.C766T共转染后, 野生型NRL蛋白的表达量增多（见图3）, 推测可能是野生型NRL蛋白与CRX突变蛋白结合为异常的蛋白折叠后, 细胞虽然对出错的CRX进行了针对性降解, 但同时影响了机体对NRL降解结构域的识别, 阻碍了正常的降解。

遗传性视网膜变性是一类严重的、不可逆的致盲性眼底病, 其病因主要是遗传因素, 并且具有高度的临床和遗传异质性。CORD是一种较为严重的视网膜变性类遗传性疾病, 临床表现为黄斑区首先出现视网膜外层的光感受器萎缩, 部分进展型病例的病损范围会随着年龄增长逐渐扩大, 可累及周边部甚至全视网膜。视锥细胞的损伤程度显著重于视杆细胞。CORD的遗传方式多样、复杂, 可表现为常染色体显性遗传、常染色体隐性遗传、X连锁遗传。CORD被误诊为Stargardt病时有发生, 基因诊断结合临床表型分析是鉴别此类疾病强有力的手段。截至目前, 已经明确的CORD致病基因至少有25个[8, 20, 21]。呈常染色体隐性遗传的致病基因有13个：ABCA4、ADAM9、C8ORF37、CACNA2D4、CDHR1、CERKL、CNGB3、CNNM4、KCNV2、PDE6C、RAX2、RPDH5和RPGRIP1; 呈常染色体显性遗传的致病基因有10个：AIPL1、CRX、GUCA1A、GUCY2D、PITPNM3、PROM1、PRPH2、RIMS1、SEMA4A和UNC119; 呈X连锁遗传的基因2个：CACNA1F和RPGR[8, 22, 23]。虽然已经发现许多可能的CORD致病基因, 但已明确具有致病机制的研究却很少。根据目前的研究, 按照基因的生化及分子机制, 大致可分为以下5类：①光传导通路类; ②视网膜代谢类; ③视网膜组织的发育和维持类; ④细胞结构蛋白及胞内运输异常类; ⑤光感受器突触及胞内电传导异常类[20, 21]。随着研究的不断深入, 关于CRX对光感受器细胞的作用机制的研究已经取得了很大的进展, 对光感受器细胞的发育分化及功能维持的调控机制也日渐明了。然而, 如何通过调控CRX基因的表达, 维持光感受器细胞的正常功能, 以用于临床视网膜疾病的治疗, 仍需要漫长的深入探究[3, 23]。对STGD、CORD等遗传性视网膜病的遗传学和致病机制的进一步研究有助于此类疾病诊治水平的提高, 从而使患者进一步受益。

利益冲突申明 本研究无任何利益冲突

作者贡献声明 赵娜、吕雅素：收集数据, 参与选题、设计及资料的分析和解释; 撰写论文; 对编辑部的修改意见进行修改。王红婷、王惠云、童奇湖：参与选题、设计, 修改论文的结果、结论。陆勤康、张咸宁：参与选题、设计、资料的分析和解释, 修改论文中关键性结果、结论, 对编辑部的修改意见进行核修

The authors have declared that no competing interests exist.

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